Сергій В. Шелег 1, Джонін Р. Лобелл 2, Х'ю Хіксон 1, Стефен У. Кунс 2, Девід ЛауріDavid 3, Михайло К. Недзвед 4
Аффіляціі: 1. Фонд продовження життя Alcor, Скоттсдейл (Арізона, США); 2. Відділення патологій, госпіталь і медичний центр св. Йосипа, Фенікс (Арізона, США); 3. факультет біології університету штату Арізона, Темпе (Арізона США) і 4. відділення патологій Мінського державного медичного інституту, Мінськ (Республіка Білорусь). Отримано 31 липня 2007 роки; схвалено і опубліковано в мережі Інтернет 30 серпня 2007 року.
абстракт
Ми вивчали динаміку аутолітичних ушкоджень нейронів кори головного мозку, що з'являються у дорослих щурів протягом 24 годин при кімнатній температурі (+ 20ºC) після зупинки серця. Прогресивні гістологічні і ультраструктурні зміни були виявлені за допомогою традиційного і імуногістохіміческого фарбувань з подальшим вивченням препаратів під електронним мікроскопом. Отримані нами результати свідчать про те, що в перші шість годин при кімнатній температурі після зупинки серця аутолітичних пошкоджень в ультраструктурі нейронів мозку не спостерігається, що узгоджується з попередніми дослідженнями, проведеними на інших ссавців. Цікаво, що після 9 години після зупинки серця в значній кількості нейронів мозочка і неокортексу спостерігалася активізація каспаз-3 . При фарбуванні і амінокислотою з міддю, і по методу Нісль (З використанням тіоніном) не було помічено ніяких значних змін.
Ключові слова: смерть мозку, аутолиз, церебральна гіпоксія, апоптоз, каспаза-3.
Вступ
Смерть - це припинення всіх життєвих (обмінних) процесів. Соматична смерть характеризується припиненням серцевої і дихальної діяльності, що призводить до загибелі всіх клітин тіла через дефіцит кисню. У багатьох країнах, у тому числі в США, смерть мозку прирівнюється до юридичної смерті [1].
Існує лише кілька наукових публікацій, присвячених ультраструктурні зміни нейронів центральної нервової системи під час тривалої гіпоксії головного мозку [2, 3, 4, 5 ]. На жаль, в цих опублікованих дослідженнях не торкалися проблеми динаміки аутолітичних ушкоджень нейронів ЦНС. Метою нашого дослідження є вивчення прогресивних змін нейронів кори мозку при тривалій аноксії всього головного мозку, викликаної зупинкою серця при кімнатній температурі. У оцінювані параметри увійшли морфологічні (мікроскопічні і ультраструктурні) і біохімічні зміни. Хоча деякі з цих параметрів вже були раніше досліджені на кількох тварин-моделях, але всі вони проводилися або на мозку новонароджених тварин [6] , Або в умовах гіпотермії [7 , 8 ], Або з проведенням реперфузии до розтину [9] . Наше дослідження, можливо, є першим дослідженням мозку дорослих гризунів при нормальній кімнатній температурі за кількома параметрами.
матеріали та методи
тварини
Тварини (18 щурів Wistar , Самці, вік: 94-112 днів, вага: 375-399 м) були закуплені у Harlan Inc. (Індіаполісі, штат Індіана). Тварини були приспані за допомогою галотана (Sigma-Aldrich; Cat. # B4388), потім їх тіла зберігалися при кімнатній температурі (КТ) (+ 20 ° C). Мозок тварин препарувати по закінченні 1, 3, 6, 12 і 24 годин після зупинки серця при кімнатній температурі. Протокол дослідження був схвалений Інституціональним комітетом Алькора по догляду за тваринами та їх використання.
Електронна мікроскопія
Зразки кори головного мозку (3 × 3 × 3 мм) були взяті з лобової частки мозку і зафіксовані 2.5% глутаральдегідом в 0.1M натриевом буфері Соренсена ( Electron Microscopy Sciences; Cat. # 15980). Потім була виконана пост-фіксація зразків 1% оксидом осмію в тому ж самому буфері протягом 1 години при кімнатній температурі, після вони були промиті 3 рази в тому ж буфері і 3 рази в дистильованої воді. Спільне фарбування зразків 0.5% уранілацетатом проводилося протягом 2 годин при кімнатній температурі, потім зразки були промиті 3 рази дистильованою водою і, перед приміщенням в ацетон, були поступово дегидрированной етанолом. Для інфільтрації використовувалася епоксидна смола Спурр. Потім зразки полімеризованною протягом 48 годин при температурі 60 ° C. За допомогою мікротома Leica Ultracut R були нарізані тонкі зрізи, які були ще раз пофарбовані уранілацетатом і цитратом свинцю. Зразки були вивчені і сфотографовані при ускоряющемся напрузі 80 кВ за допомогою Philips CM-12 Scanning Transmission Electron Microscope (Голландія) в лабораторії електронної мікроскопії та біовізуалізаціі У. М. Кека Університету штату Арізона.
світлова мікроскопія
Мозок тварин було зафіксовано в 10% фосфатном буферном формаліні (Fisher; Cat. # SF100-4). Після мозок був оброблений 20% гліцерином і 2% диметилсульфоксидом для запобігання ушкоджень при заморожуванні і введений в желатиновий матрикс за допомогою технології MultiBrainTM (NeuroScience Associates, Ноксвіл, Теннесі). Після затвердіння блок був швидко заморожений зануренням в ізопентан, попередньо охолоджений до -70 ° C подрібненим сухим льодом, і поміщений на предметний столик для заморожування нарізає мікротома AO 860. Блок MultiBrainTM був фронтально розділений на частини в 35 мкм. Зразки мозку були повністю нарізані і послідовно поміщені в сітку контейнерів 4 × 5, частина з яких потім була заповнена 10% фосфатних буферним формальдегідом, а частина розчином для збереження антигенів (натрійфосфатний буфер pH 7.0 - 50%, етиленгліколь - 50%, полівінілпіролідон - 1 %) для подальшого фарбування гематоксиліном і еозином, спеціального та імуногістохімічного фарбування. Для виявлення каспаз-3 були проведені фарбування гематоксиліном і еозином, сріблом, нейтральним червоним, тіоніном (за методом Нісль) і імунологічне фарбування близько 176 окремих зрізів, зроблені через інтервали, це 1920 мкм [10] . Препарати були вивчені і сфотографовані в лабораторії біовізуалізаціі У. М. Керка біологічного факультету Університету штату Арізона.
Імуногістохімія каспаз-3
Для імуногістохімії каспаз-3 були пофарбовані свободноплавающие зрізи. Після обробки пероксидом водню і блокує сироваткою, зрізи були піддані імунологічному фарбування за допомогою розчину з (1: 600) первинного поліклонального антитіла на каспазу-3 (Pharmingen, каталог # 557035), вторинного антитіла і авидин-біотин-HRP (пероксидаза хрону) комплексу (Vectastain ABC Elite Kit, каталог # PK-6101). Інкубаційні періоди склали: 1 година для блокуючого антитіла, 24 години для первинного антитіла, 1 година для вторинного антитіла і 2 години для авидин-біотин-HRP комплексу. Все інкубації були проведені при кімнатній температурі. Зрізи були оброблені тетрагідрохлорід діамінобензідіном, окисленим пероксидом водню для візуалізації сайтів зв'язування антитіл і закріплені на предметних стеклах, покритих желатином в якості підкладки.
результати
Температура тварин була виміряна за допомогою глибоко введеного харчового зонда. Графік, що показує температуру тіл тварин в різні періоди часу після зупинки серця (Рис. 1).
Мал. 1
Електронна мікроскопія
Дані електронної мікроскопії не показали очевидних аутолітичних змін нейронів кори в перші 6 годин після зупинки серця при кімнатній температуое (Рис. 2А). Через 3 години після загальної нормотерміческой аноксии головного мозку, було виявлено набухання мітохондрій, причиною якого, можливо, стала зміна проникності мембран (Рис. 2В). Вакуолізація грубого ЕПР (RER) і набухання лізосом спостерігалися тільки через 6 годин після зупинки серця. Через 6 годин після аноксії головного мозку при кімнатній температурі ультраструктура мітохондріального гребінця на відсутність пошкоджень. В мітохондріях не було виявлено жодних ознак зменшення обсягу, збільшення щільності матриксу і відкладення електронно-щільного матеріалу. В мітохондріях перинуклеарних зон деяких нейронів були зафіксовані невеликий набряк матриксу і внутрішнє набухання гребінця. Через 6 годин на нейронах було зафіксовано скупчення хроматину. (Рис. 2С). Перша ознака аутолиза - зникнення рибосом - спостерігався тільки через 9 годин при кімнатній температурі після зупинки серця всього лише у 55% нейронів (рис. 2D). Через 24 години після аноксії мозку при кімнатній температурі в близько 72% нейронів кори головного мозку щурів спостерігався повний хроматоліз (Рис. 2F).
Мал. 2
На малюнку 2:
- А. Стан нейронів кори мозку щура через годину після зупинки серця при кімнатній температурі. Неушкоджені клітинні ультраструктури (масштаб - 0.5мкм).
- B. Стан нейронів кори мозку щура через 3 години після зупинки серця при кімнатній температурі. В цілому мітохондрії не пошкоджені, тільки що з'явилися деякі ознаки їх набухання (чорні стрілки) (масштаб - 0.5 мкм).
- С. Нейрони кори головного мозку щура через 6 годин після зупинки серця при кімнатній температурі з вакуолізацією грубого ЕПР (чорні стрілки) (масштаб - 0.5 мкм).
- D. Стан нейронів кори мозку щура через 9 годин після зупинки серця при кімнатній температурі. Мітохондрії і ядерна оболонка нейрона не пошкоджені. Помітні вакуолизация грубого ЕПР, зникнення рибосом, первинні ознаки аутолізу і набухання лізосом (чорні стрілки) (масштаб - 1.0 мкм).
- E. Стан нейронів кори мозку щура через 12 годин після зупинки серця при кімнатній температурі. Присутній аутолиз і набухання лізосом (чорні стрілки) (масштаб - 0.5 мкм).
- F. Стан нейронів кори мозку щура через 24 години після зупинки серця при кімнатній температурі. Помітні клітинний аутолиз і хроматоліз (чорні стрілки) (масштаб - 1.0 мкм).
світлова мікроскопія
Звичайне фарбування гематоксиліном і еозином не виявило істотних гістологічних змін нейронів кори, мозочка і гіпокампу протягом періоду дослідження (Рис. 3A і 3B).
Мал. 3
Мал. 3А і В. Відсутність істотних гістологічних змін нейронів гіпокампу через 12 годин після зупинки серця при кімнатній температурі (гематоксилін - еозин × 100; × 400). С. Відсутність піктоніческіх нейронів через 9 годин після зупинки серця при кімнатній температурі (Нісль, × 400). D. Монетні стовпчики (чорна стрілка) еритроцитів (густа кров) в мікроциркуляції в корі головного мозку через 1 годину після зупинки серця при кімнатній температурі (фарбування сріблом, × 400).
Фарбування тіоніном (за методом Нісль) не виявило ніяких ядерних пошкоджень, цілісність ядра і речовина Нісль не порушуючи протягом усього часу дослідження. Фарбування за методом Нісль виявило хроматоліз в клітинах Пуркіньє і пірамідних клітинах гіпокампу через 12 годин після зупинки серця при кімнатній температурі. Через 9 годин після аноксії мозку при кімнатній температурі гіперхроматоз або пікнотичної нейронів не спостерігалося (Рис. 3C).
Фарбування сріблом виділив малі зрілі нейрони і олігодендроціти. Істотних гістологічних змін в нейронах зафіксовано не було. Освіта монетних стовпчиків з еритроцитів в периферичної крові (густа кров) було помічено в корі головного мозку через годину після зупинки серця (рис. 3D).
При імуногістохіміческом фарбуванні на каспазу -3 свідчить про прогресивний збільшенні позитивно забарвлених клітин, причому найбільше число позитивно забарвлених аксонів було зафіксовано між 6 і 9 годинами. Лише кілька активних аксонів було розпізнано в період між 3 і 6 годинами після зупинки серця (Рис. 4A і 4B). Починаючи з 9 години після зупинки серця було зафіксовано значне збільшення числа сильно забарвлених клітин (2.5% від усього числа нейронів кори) (Рис. 4C і 4D). Безліч розрізнених позитивних клітин також було чітко видно після 24 годин. Через 1 годину спостерігалося неспецифічне світло-коричневе фонове ядерне фарбування, значення цього спостереження залишається неясним.
рис.4
- Мал. 4A. Через 3 години після зупинки серця при кімнатній температурі відсутня активізація каспаз-3 в цитоплазмі нейронів кори головного мозку (імунологічне фарбування на каспазу-3, × 400).
- Мал. 4 В. Активізація каспаз-3 в нейронах кори головного мозку (чорні стрілки) через 3 години після зупинки серця при кімнатній температурі (імунологічне фарбування на каспазу-3, × 400).
- Мал. 4С. Активізація каспаз-3 в нейронах кори головного мозку (чорні стрілки) через 9 години після зупинки серця при кімнатній температурі (імунологічне фарбування на каспазу-3, × 400).
- Мал. 4D. Активізація каспаз-3 в нейронах кори головного мозку (чорні стрілки) через 12 годин після зупинки серця при кімнатній температурі (імунологічне фарбування на каспазу-3, × 400).
Обговорення
Електронна мікроскопія аноксичних ушкоджень мозку
У 1973 році Арсенио-Нуньєс і колеги виявили, що після півгодинної ішемії мозку, ультрамікроскопічних структура нейронів кори мозку кішок повністю відновилася [2] . У 1974 році Хоссманн і Ціммерманн через годину після аноксії виявили в нейронах кори головного мозку мавп тільки цитоплазматическую гомогенизацию, яка була оборотною після відновлення циркуляції крові в мозку [3] . У 1975 році Клайюс і колеги показали, що після годинної повної ішемії мозку мавп, ультраструктура нейронів кори повністю відновлюється [4] . У 2003 році Недзвед і колеги також показали, що в За 4 години повної аноксії мозку, ультраструктура нейронів кори головного мозку людини також залишається неушкодженою [11]. У своєму дослідженні автори інкубували невеликі фрагменти передньої долі мозку людини, зрізані під час операції з видалення нюхової менінгіоми і вивчені за допомогою електронної мікроскопії. Наші результати також показали, що аутолиз нейронів мозку (клітини Пуркіньє, пірамідальні нейрони гіпокампу) не призводить до жодних ультраструктурні зміни, так як набухання мітохондрій, як це і було вперше описано 80 років тому, залишається найбільш загальним ультраструктурні зміни після ішемії мозку [12 ]. Соленскі і колеги (2002) показали, що на відміну від постійної ішемії, відновлення кровообігу стрімко призводить до серйозних важким і ймовірно незворотних ушкоджень, в тому числі до того, що в спочатку стислих електронно-щільних мітохондріях підвищується електронна щільність всередині матриксу і до аутофагії [13] . До 24 годині реперфузии мітохондрії деградують і повністю втрачають форму зовнішньої мембрани. Нейрони, що знаходяться під впливом постійної збільшується за тривалістю ішемії, також мали значні мітохондріальні ушкодження, спочатку які полягали в пошкодженнях гребінців, внутрігребешкових розтягненнях і втрати щільності матриксу. До 24 годині постійної ішемії, на відміну від реперфузії нейронів до того ж часу, в перинуклеарних мітохондріях однорідно підвищена щільність матриксу, а самі мітохондрії зберегли типову округлу або циліндричну форму. Ми також спостерігали збереження типової округлої форми мітохондрій через 6 годин після повної аноксії мозку при кімнатній температурі.
Смерть мозку і аутолиз
У 1993 Юджіхіра і колеги провели клінічне невропатологічних дослідження 60 випадків смерті мозку (29 пацієнтів померло внаслідок цереброваскулярного захворювання) [14] . Середня тривалість смерті мозку склала 99 годин. Гістологія показала, що цитоплазма нейронів була блідою і ледве помітною. При фарбуванні мієлінові оболонки в білій речовині були блідими, а ядра гліальних клітин виявилися зморщеними і пікнотичної. У всіх випадках був очевидний аутолиз мозжечкового зернистого шару і пітуїтарної залози. Чи не спостерігалося ознак реактивного астроцітозом або інфільтрації клітинами відмирає тканини або поруч розташованих ділянок. Була помічена зв'язок між ступенем аутолиза і тривалістю смерті мозку, але між ступенем аутолиза і видом захворювання, що стало його причиною, немає ніякого зв'язку. Найбільш помітним був аутолиз кори мозку, таламуса, покришки стовбура мозку, мозочка зернистого шару і пітуїтарної залози. Клітини Пуркіньє, пірамідальні клітини субполя CA1 в районі гіпокампу і пірамідальні клітини в третьому і п'ятому шарах кори надзвичайно чутливі до дії аноксии мозку.
У 1986 году Огата и колеги провели аналіз аутолиза зернистого шару мозочка кору 45 пацієнтів, что померли від Гостра цереброваскулярних захворювань [15] . Контрольно Груп були дванадцять пацієнтів, что померли НЕ внаслідок внутрішньочерепного захворювання. У всех пацієнтів, причиною смерти якіх були цереброваскулярні захворювання, булу Виявлено грижа мигдаликів мозочка. У центральних відділах Частка мозочка, суміжніх з центральним мозкова тілом мозочка, зернистий шар БУВ більш опуклім, чем в періферійніх відділах Частка мозочка. Відповідно до думки автора, великий аутолиз зернистого шару, что досягає періферійніх відділів Частка мозочка, может буті віявленої патологічної характеристикою смерти мозком в тому випадка, коли внутрішньочерепній Кровообіг может буті відсутнім або були значний скорочено. Автор робить висновок, що для розвитку аутолізу зернистого шару потрібно менше 1 дня. У нашому дослідженні можна було побачити перші ознаки аутолітичних ушкоджень нейронів через 12 годин після аноксії мозку при кімнатній температурі за допомогою електронної мікроскопії, в той час як в зрізах забарвлених гематоксилін-еозином і тіоніном протягом 24 годин не спостерігається аутолітичних змін. Наші результати свідчать про відсутність аутолітичних ушкоджень одних і тих же ділянок при фарбуванні гематоксілі-еозином і за методом Нісль. Отримані дані дають підстави припускати, що існує взаємозв'язок між наявністю судинних захворювань і розвитком аутолітіческімі гістопатології.
Смерть мозку і ішемічного-реперфузіціонное пошкодження мозку
Чому практично неможливо реанімувати пацієнта після тривалої зупинки серця при кімнатній температурі? Існує два можливих пояснення. Перше - феномен "непоновлення кровотоку". Феномен "непоновлення кровотоку" був описаний Амеса в 1968 році [16] . Ішемія мозку викликає набряк, який перешкоджає мікроциркуляції через зовнішнього тиску на стінки капілярів. При реперфузії більші судини знову заповнюються кров'ю, а мікроциркуляція не відновлюється через неминаючого набряку.
Друга причина - пошкодження, викликані вільними радикалами. Хоча рання реперфузія ішемічної тканини важлива для збереження життєздатності тканини, в цілому, визнано, що відновлення течії крові призводить до того, що оборотні ушкодження клітин, стають незворотними. Вільні радикали кисню, що утворюються в перші моменти реперфузії, ставали причиною "ішемічна-реперфузіціонного пошкодження" Останнім часом проводилося велика кількість досліджень ролі вільних радикалів кисню, перекисного окислення ліпідів, карбоксилирование ліпідів, окислення білків, пошкодження ДНК і пошкодження, викликані нейтрофилами, в ішемічного -реперфузіціонном пошкодженні [17].
Смерть мозку і апоптоз
Апоптоз, або процес запрограмованої клітинної загибелі, грає найважливішу роль як у багатьох біологічних процесах, таких як морфогенез і негативна селекція імунної системи, так і в розвитку численних захворювань, таких як рак і нейродегенеративне захворювання. Апоптоз супроводжується мітохондріальної дисфункцією з послідовним виходом цитохрому з з мітоходрій, в результаті чого активізується каспаза -3. Каспаза-3 відіграє головну роль в Fas-опосередкованому апоптозу і є найбільш досліджуваної каспазой [18] . Численні дослідження підтверджують, що каспаза-3 - ключовий компонент в процесі відмирання клітини, так як вона блокує кальцієві насоси клітинних мембран як нейронних, так і інших соматичних апоптичних клітин. Блокування кальцієвого насоса каспазой веде до значного іонного дисбалансу, надлишку кальцію і, в кінцевому підсумку, смерті клітини [19] .
У 1999 р Колбурн і колеги показали, що не піддається лікуванню велике ішемічне пошкодження має некротичні, а не апоптичні будови. Однак, ймовірність запрограмованих біохімічних подій, що ведуть до апоптозу до некрозу нейронів, не може бути повністю виключена [20] . Електронна мікроскопія ишемически пошкоджених нейронів з або без подальшої гіпотермією свідчить про некротической, а не апоптичні смерті навіть тих клітин, які загинули через два місяці після ішемії. Некрозу передували розширення органел і формування внутрішньоклітинних вакуолей. У 2002 році Шваб і колеги показали, що ступінь клітинного некрозу, який виник внаслідок ішемії мозку, можна знизити терапевтичним використанням інгібіторів каспаз [19] . Наші результати показали, що протягом 9 годин після зупинки серця при кімнатній температурі без реперфузії не спостерігалося очевидних ознак смерті значущих клітин. Наші висновки дозволяють зробити припущення, що проведення терапії інгібіторами каспаз зменшує ступінь пошкодження нейронів після зупинки серця при кімнатній температурі.
Механізм клітинної смерті, індукований виснаженням АТФ глибоко досліджений багатьма вченими [21 , 22 ]. Виснаження АТФ може привести до некрозу або апоптозу [22] . У 2003 році Воно і колеги показали, що викликаний виснаженням АТФ перехід від апоптозу до некрозу був пов'язаний зі збільшенням загального обсягу внутрішньоклітинних відсіків з кислотою в клітинах [23] . Це збільшення, що впливає на розмір лізосом, може бути причиною їх пошкодження. Збільшення лізосом при клітинної смерті змінює натяг мембран лізосом і, таким чином, підвищує ймовірність розриву лізосом. У 2001 році Хішіта і колеги виявили, що дисфункція лізосом, викликана виснаженням АТФ, призводить до вивільнення ферментів лізосом в цитозоль, і що ферменти лізосом можуть бути причиною активізації каспаз-3 при апоптозу [24] . В даному дослідженні, ми спостерігали первинну активізацію каспаз-3 в нейронах мозочка і неокортексу протягом 6 годин аноксии мозку при кімнатній температурі, хоча значне збільшення кількості позитивно забарвлених клітин з'явилося лише через 9 годин. Отримані дані можуть бути пояснені тим, що виснаження АТФ запускає програму клітинної смерті, після чого можливо вивільнення ферментів лізосом, що є результатом дисфункції лізосом, викликаної виснаженням АТФ.
Смерть мозку і гіпотермія
Існує безліч цікавих випадків успішної реанімації людей після тривалої зупинки серця (30-40 хвилин; утопание в холодній воді) [ 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 , 31 ]. Наприклад, зрізи мозку земляний білки не гинуть при температурі + 4 ° C протягом 7 днів в буферному розчині без безперервної оксигенації [32] . Ми не проводили наш експеримент в умовах гіпотермії, так як ми були зацікавлені у вивченні структурних гіпоксичних / аутолітичних змін при кімнатній температурі. Наш інтерес до проблеми був продиктований тим фактом, що велика кількість випадків зупинки серця у людей відбувалися при кімнатній температурі або в умовах нормотермии.
На закінчення, наші дані показали відсутність серйозних апоптичних ушкоджень нейронів ЦНС в перші 6 годин після зупинки серця при кімнатній температурі. Отримані дані можуть бути корисні для судово-медичних експертиз і для удосконалення заходів інтенсивної терапії та реанімації. Розуміння механізмів смерті мозку допоможуть розробити нові технології нейро-реанімації в майбутньому.
Подяки
Ми дякуємо доктора Роберта К. Світцером III, доктора філософії (Асоціація неврології, Ноксвіл, Теннесі) за проведення фарбувань гематоксиліном і еозином, за методом Нісль, сріблом і імуногістохімічних процедури; доктора Роберта Роберсона (факультет біології, університет штату Арізони) за забезпечення електронної мікроскопії; містера Чарльза Дж. Казілека (група біологічної візуалізації, лабораторія біовізуалізація У. М. Керка, факультет біології університету штату Арізона, Темпе, Арізона) за надання світлової мікроскопії та фотографії; містера Білла Войса (фонд продовження життя Alcor, Скоттсдейл, Арізона) за надану допомогу при проведенні експериментів, доктора Вільяма Д. Андерсона (відділення патологій, госпіталь і медичний центр св. Йосифа, Фенікс, Арізона) за консультації. Даний дослідницький проект був проведений за підтримки фонду продовження життя Alcor (Скоттсдейл, Арізона 85260).
Будь ласка, всю кореспонденцію надсилайте доктору Сергію В. шеляга, фонд продовження життя Alcor, Скоттсдейл, Арізона 85260, США.
посилання:
1. Walker EA. Cerebral Death. 3rd Ed. Baltimore, MD and Urban and Schwartzenberg GmbH: 1985.
2. Arsenio-Nunes ML, Hossmann KA, Farkas-Bargeton E. Ultrastructural and histochemical investigation of the cerebral cortex of cat during and after complete ischaemia. Acta Neuropathol (Berl) 1973; 26: 329-344. [PubMed]
3. Hossmann KA, Zimmermann V. Resuscitation of the monkey brain after 1h complete ischemia. I. Physiological and morphological observations. Brain Res. 1974; 29: 59-74. [PubMed]
4. Kleihues P, Hossmann KA, Pegg AE, Kobayashi K, Zimmermann V. Resuscitation of the monkey brain after one hour complete ischemia. III. Indications of metabolic recovery. Brain Res. 1975; 95: 61-73. [PubMed]
5. Zimmermann V, Hossmann KA. Resuscitation of the monkey brain after one hour's complete ischemia. II. Brain water and electrolytes. Brain Res. 1975; 85: 1-11. [PubMed]
6. Rothstein RP, Levison SW. Gray matter oligodendrocyte progenitors and neurons die caspase-3 mediated deaths subsequent to mild perinatal hypoxic / ischemic insults. Dev Neurosci. 2005; 27: 149-159. [PMC free article] [PubMed]
7. Iwata O, Iwata S, Tamura M, Nakamura T, Sugiura M, Ogiso Y, Takashima S. Early head cooling in newborn piglets is neuroprotective even in the absence of profound systemic hypothermia. Pediatr Int.2003; 45: 522-529. [PubMed]
8. Zhu H, Meloni BP, Bojarski C, Knuckey MW, Knuckey NW. Post-ischemic modest hypothermia (35 ° C) combined with intravenous magnesium is more effective at reducing CA1 neuronal death than either treatment used alone following global cerebral ischemia in rats. Exp Neurol. 2005; 193: 361-368. [PubMed]
9. Vereczki V, Martin E, Rosenthal RE, Hof PR, Hoffman GE, Fiskum G. Normoxic resuscitation after cardiac arrest protects against hippocampal oxidative stress, metabolic dysfunction, and neuronal death. J Cereb Blood Flow Metab. 2006; 26: 821-835. [PMC free article] [PubMed]
10. de Olmos JS, Beltramino CA, de Olmos de Lorenzo S. Use of an amino-cupric-silver technique for the detection of early and semiacute neuronal degeneration caused by neurotoxicants, hypoxia, and physical trauma. Neurotoxicol Teratol. 1994; 16: 545-561. [PubMed]
11. Nedzved MK, Sheleg SV, Gerasimova TN, Oleshkevich FV, Wolf N. [Morphologic changes of human cerebral cortex neurons under long duration anoxia] Zdravoohranenie. 2003; 7: 10-12. (In Russian)
12. Spielmeyer W. Histopathologie des Nervensystems. Berlin, Germany: Springer; 1922. pp. 74-79.
13. Solenski NJ, diPierro CG, Trimmer PA, Kwan AL, Helm GA. Ultrastructural changes of neuronal mitochondria after transient and permanent cerebral ischemia. Stroke. 2002; 33: 816-824. [PubMed]
14. Ujihira N, Hashizume Y, Takahashi A. A clinico-neuropathological study on brain death. Nagoya J Med Sci. 1993; 56: 89-99. [PubMed]
15. Ogata J, Yutani C, Imakita M, Ueda H, Waki R, Ogawa M, Yamaguchi T, Sawada T, Kikuchi H. Autolysis of the granular layer of the cerebellar cortex in brain death. Acta Neuropathol (Berl) 1986; 70: 75-78. [PubMed]
16. Ames A, 3rd, Wright RL, Kowada M, Thurston JM, Majno G. Cerebral ischemia. II. The no-reflow phenomenon. Am J Pathol. 1968; 52: 437-453. [PMC free article] [PubMed]
17. іşlekel H, іşlekel S, Güner G. Biochemical mechanism and tissue injury of cerebral ischemia and reperfusion. Part II: Tissue injury. NOROL BIL D 2000, 17 (Electronic publication). Available at: http://www.med.ege.edu.tr/norolbil/2000/NBD09200.html . Accessed January 06, 2006.
18. Woo M, Hakem A, Elia AJ, Hakem R, Duncan GS, Patterson BJ, Mak TW. In vivo evidence that caspase-3 is required for Fas-mediated apoptosis of hepatocytes. J Immunol. 1999; 163: 4909-4916. [PubMed]
19. Schwab BL, Guerini D, Didszun C, Bano D, Ferrando-May E, Fava E, Tam J, Xu D, Xanthoudakis S, Nicholson DW, Carafoli E, Nicotera P. Cleavage of plasma membrane calcium pumps by caspases: a link between apoptosis and necrosis. Cell Death Differ. 2002; 9: 818-831. [PubMed]
20. Colbourne F, Sutherland GR, Auer RN. Electron microscopic evidence against apoptosis as the mechanism of neuronal death in global ischemia. J Neurosci. 1999; 19: 4200-4210. [PubMed]
21. Kelly KJ, Plotkin Z, Dagher PC. Guanosine supplementation reduces apoptosis and protects renal function in the setting of ischemic injury. J Clin Invest. 2001; 108: 1291-1298. [PMC free article] [PubMed]
22. Lieberthal W, Menza SA, Levine JS. Graded ATP depletion can cause necrosis or apoptosis of cultured mouse proximal tubular cells. Am J Physiol. 1998; 274: F315-327. [PubMed]
23. Ono K, Kim SO, Han J. Susceptibility of lysosomes to rupture is a determinant for plasma membrane disruption in tumor necrosis factor alpha-induced cell death. Mol Cell Biol. 2003; 23: 665-676. [PMC free article] [PubMed]
24. Hishita T, Tada-Oikawa S, Tohyama K, Miura Y, Nishihara T, Tohyama Y, Yoshida Y, Uchiyama T, Kawanishi S. Caspase-3 activation by lysosomal enzymes in cytochrome c-independent apoptosis in myelodysplastic syndrome-derived cell line P39. Cancer Res. 2001; 61: 2878-2884. [PubMed]
25. Chochinov AH, Baydock BM, Bristow GK, Giesbrecht GG. Recovery of a 62-year-old man from prolonged cold water submersion. Ann Emerg Med. 1998; 31: 127-131. [PubMed]
26. Felix WR, Jr, MacDonnel KF, Jacobs L. Resuscitation from drowning in cold water. N Engl J Med.1981; 304: 843-844. [PubMed]
27. Graf D, Meier P, Guse HG, Leitz KH, Bachmann H. [A drowning accident of long duration with deep hypothermia and rewarming with extracorporeal circulation. A report of 2 patients] Monatsschr Kinderheilkd. 1989; 137: 415-418. (In German) [PubMed]
28. Jacobsen JB, Nielsen H, Andersen PK. Resuscitation from drowning in cold water. N Engl J Med.1981; 305: 580-581. [PubMed]
29. Kugler-Podelleck I, Rodewald G, Horatz K, Kugler S, Muller-Brunotte P. Resuscitation after drowning in freezing water. Ger Med Mon. 1966; 11: 232-236. [PubMed]
30. Modell JH, Idris AH, Pineda JA, Silverstein JH. Survival after prolonged submersion in freshwater in Florida. Chest. 2004; 125: 1948-1951. [PubMed]
31. Norberg WJ, Agnew RF, Brunsvold R, Sivanna P, Browdie DA, Fisher D. Successful resuscitation of a cold water submersion victim with the use of cardiopulmonary bypass. Crit Care Med. 1992; 20: 1355-1357. [PubMed]
32. Pakhotin PI, Belousov AB, Otmakhov NA. [A comparative analysis of the functional stability (based on electrophysiological criteria) of slices of the suslik and guinea pig brains maintained under deep hypothermia] Zh Evol Biokhim Fiziol. 1991; 27: 479-485. (In Russian) [ PubMed ]
-------------------------------------------------- -----------------------------
http: //translatedby.com/you/stability-and-autolysis-of-cortical-neurons -...
Original (English): Stability and Autolysis of Cortical Neurons in Post-Mortem Adult Rat Brains
Translation: © Анечка, Blockaderunner.
